BACKGROUND AND OBJECTIVES:Platelet concentrates (PC) are stored at 20-24°C to maintain platelet functionality, which may promote growth of contaminant bacteria. Alternatively, cold storage of PC limits bacterial growth; however, data related to proliferation of psychotrophic species in cold-stored PC (CSP) are scarce, which is addressed in this study. MATERIALS AND METHODS:Eight laboratories participated in this study with a pool/split approach. Two split PC units were spiked with ~25 colony forming units (CFU)/PC of Staphylococcus aureus, Klebsiella pneumoniae, Serratia liquefaciens, Pseudomonas fluorescens and Listeria monocytogenes. One unit was stored under agitation at 20-24°C/7 days while the second was stored at 1-6°C/no agitation for 21 days. PC were sampled periodically to determine bacterial loads. Five laboratories repeated the study with PC inoculated with lyophilized inocula (~30 CFU/mL) of S. aureus and K. pneumoniae. RESULTS:All species proliferated in PC stored at 20-24°C, reaching concentrations of ≤109 CFU/mL by day 7. Psychrotrophic P. fluorescens and S. liquefaciens proliferated in CSP to ~106 CFU/mL and ~105 CFU/mL on days 10 and 17 of storage, respectively, followed by L. monocytogenes, which reached ~102 CFU/mL on day 21. S. aureus and K. pneumoniae did not grow in CSP. CONCLUSION:Psychrotrophic bacteria, which are relatively rare contaminants in PC, proliferated in CSP, with P. fluorescens reaching clinically significant levels (≥105 CFU/mL) before day 14 of storage. Cold storage reduces bacterial risk of PC to levels comparable with RBC units. Safety of CSP could be further improved by implementing bacterial detection systems or pathogen reduction technologies if storage is beyond 10 days.

Until November 2020, cryoprecipitated antihaemophilic factor (cryo AHF) was the only United States Food and Drug Administration (FDA)-approved fibrinogen source to treat acquired bleeding. The post-thaw shelf life of cryo AHF is limited, in part, by infectious disease risk. Concerns over product wastage demand that cryo AHF is thawed as needed, with thawing times delaying the treatment of coagulopathic patients. In November 2020, the FDA approved Pathogen Reduced Cryoprecipitated Fibrinogen Complex for the treatment and control of bleeding, including massive hemorrhage, associated with fibrinogen deficiency. Pathogen Reduced Cryoprecipitated Fibrinogen Complex (also known as INTERCEPT® Fibrinogen Complex, IFC) has a five-day post-thaw room-temperature shelf life. Unlike cryo AHF, manufacturing of IFC includes broad spectrum pathogen reduction (Amotosalen + UVA), enabling this extended post-thaw shelf life. In this study, we investigated the risk of bacterial contamination persisting through the cryoprecipitation manufacturing process of cryo AHF and IFC. Experiments were performed which included spiking plasma with bacteria prior to cryoprecipitation, and bacterial survival was analyzed at each step of the manufacturing process. The results show that while bacteria survive cryo AHF manufacturing, IFC remains sterile through to the end of shelf life and beyond. IFC, with a five-day post-thaw shelf life, allows the product to be sustainably thawed in advance, facilitating immediate access to concentrated fibrinogen and other key clotting factors for the treatment of bleeding patients.

INTERCEPT™ Blood System utilise l'amotosalen et les UVA (IA) pour l'inactivation des agents pathogènes et des leucocytes dans les concentrés plaquettaires (CP). Le dispositif avec trois poches de conservation (TS), marqué CE, permet le traitement des plaquettes d'aphérèse (CPA) double ou triple dose et des mélanges (MCP) issus de 10–12 unités de sang total. L'objectif de l'étude était d'évaluer l'efficacité de l'IA pour l'inactivation de 2 bactéries non testées et le maintien de la stérilité jusqu'à 7 jours de stockage. Des CPA en solution additive (65 % PAS/35 % plasma) ont été mélangés, avec ∼720 mL et 10 à 12 ×1011 plaquettes/unité. Les CP ont été inoculés avec Lactobacillus delbrueckii ou Citrobacter koseri à des titres différents (n = 3 par souche) puis traités par IA dans un dispositif TS. Des échantillons prélevés avant et après illumination aux UVA, après incubation avec le CAD, et après 3, 5 et 7 jours de stockage, ont été analysés par étalement (100 μL–10 mL) sur un milieu approprié. Le volume résiduel de chaque poche a été ajouté volume pour volume à des flacons de culture. Les titres infectieux pouvant être inactivés par le traitement IA et permettant le maintien de la stérilité jusqu'à 7 jours de stockage après échantillonnage complet des CP traités avec l'IA ont été obtenus (Tableau 1). Ces résultats définissent pour L. delbrueckii et C. koseri les titres bactériens qu'INTERCEPT Blood System pour les plaquettes est capable d'inactiver et dans la limite desquels la stérilité est maintenue durant la période de stockage jusqu'à 7 jours.

INTERCEPT Blood System utilise l'amotosalen et les UVA (IA) pour atténuer les agents pathogènes et les leucocytes dans le plasma et les plaquettes. Résumer les données obtenues quant à l'efficacité du système pour inactiver un large échantillonnage de virus, bactéries et parasites dans les concentrés plaquettaires (CP) en solution additive (PAS). Les CP-PAS ont été inoculés avec des titres élevés d'agents pathogènes et les échantillons prélevés avant et après le traitement IA ont été évalués pour leur niveau d'infectivité en culture cellulaire ou à l'aide de modèles animaux. Les facteurs de réduction (FRL exprimés en log10) ont été calculés comme la différence entre titres infectieux avant et après traitement IA. Un FRL ≥ 4,0 a été revendiqué pour 13 virus, 19 bactéries et 4 parasites dans les CP-PAS [> 4,3–> 7]. Des données d'inactivation ont été obtenues pour 25 virus enveloppés, 6 virus non-enveloppés, 22 bactéries et 4 parasites. L'inactivation de virus émergents incluant les flavivirus et les coronavirus (Tableau 1) a été démontrée. Les parasites présentent une sensibilité élevée au traitement IA avec des FRL > 6,0 pour P. falciparum, > 5,0 pour T. cruzi et > 5,3 pour B. microti. Les bactéries évaluées, dont 8 gram négatif, 11 gram positif et 2 spirochètes, présentaient toutes (sauf la forme sporulée de Bacillus cereus) une sensibilité élevée (FRL > 4,5) voire très élevée pour ≥ 70 % d'entre elles (FRL > 6,0). Le traitement IA est efficace pour réduire les niveaux d'infectiosité d'un large spectre d'agents pathogènes dans les PC avec une majorité de FRL ≥ 4,0.

INTERCEPT Blood System utilise l'amotosalen et les UVA (IA) pour atténuer les agents pathogènes et les leucocytes dans le plasma et les plaquettes. Résumer les données obtenues quant à l'efficacité du système pour inactiver un large échantillonnage de virus, bactéries et parasites dans les plasmas frais congelés (PFC). Les PFC ont été inoculés avec des titres élevés d'agents pathogènes et des échantillons prélevés avant et après le traitement IA ont été évalués pour leur niveau d'infectivité en culture cellulaire ou à l'aide de modèles animaux. Les facteurs de réduction (FRL exprimés en log10) ont été calculés comme la différence entre titres infectieux avant et après traitement IA. Un FRL ≥ 4,0 a été revendiqué pour 15 virus, 6 bactéries et 3 parasites dans les PFC [> 4,2–> 10,6]. Des données d'inactivation ont été obtenues pour 16 virus enveloppés et 3 virus non-enveloppés. L'inactivation de virus émergents incluant les flavivirus et les coronavirus (Tableau 1) a été démontrée. Les parasites présentent une sensibilité élevée au traitement IA avec des FRL > 6,9 pour P. falciparum, > 5,0 pour T. cruzi et > 5,3 pour B. microti. Les bactéries évaluées, dont 3 gram négatif, 1 gram positif et 2 spirochètes présentaient toutes une sensibilité élevée (FRL > 4,2) voire très élevée pour ≥ 80 % d'entre elles (FRL > 5,9). Le traitement IA est efficace pour réduire les niveaux d'infectiosité d'un large spectre d'agents pathogènes dans les PFC avec une majorité de FRL ≥ 4,0.

Background and objectives Red blood cell concentrates (RBCC) are susceptible to bacterial contamination despite cold storage. A reliable evaluation of strategies to minimize the risk of RBCC-associated bacterial transmission requires the use of suitable reference bacteria. Already existing Transfusion-Relevant Bacteria Reference Strains (TRBRS) for platelet concentrates fail to grow in RBCC. Consequently, the ISBT TTID, Working Party, Bacterial Subgroup, conducted an international study on TRBRS for RBCC. Materials and methods Six bacterial strains (Listeria monocytogenes PEI-A-199, Serratia liquefaciens PEI-A-184, Serratia marcescens PEI-B-P-56, Pseudomonas fluorescens PEI-B-P-77, Yersinia enterocolitica PEI-A-105, Yersinia enterocolitica PEI-A-176) were distributed to 15 laboratories worldwide for enumeration, identification, and determination of growth kinetics in RBCC at days 7, 14, 21, 28, 35 and 42 of storage after low-count spiking (10-25 CFU/RBCC). Results Bacterial proliferation in RBCC was obtained for most strains, except for S. marcescens, which grew only at 4 of 15 laboratories. S. liquefaciens, S. marcescens, P. fluorescens and the two Y. enterocolitica strains reached the stationary phase between days 14 and 21 of RBCC storage with a bacterial concentration of approximately 10(9) CFU/ml. L. monocytogenes displayed slower growth kinetics reaching 10(6)-10(7) CFU/ml after 42 days. Conclusion The results illustrate the importance of conducting comprehensive studies to establish well-characterized reference strains, which can be a tool to assess strategies and methods used to ameliorate blood safety. The WHO Expert Committee on Biological Standardization adopted the five successful strains as official RBCC reference strains. Our study also highlights the relevance of visual inspection to interdict contaminated RBC units.

Background Pathogen reduction technology and enhanced bacterial culture screening promise to significantly reduce the risk of transfusion-associated septic reactions due to contaminated platelets. Recent reports suggest that these interventions lack efficacy for post-collection and processing contamination with environmental organisms if the storage bag integrity is compromised. Case Report We report a fatal septic transfusion reaction in a 63-year-old patient with chronic kidney and liver disease who received a pathogen reduced platelet transfusion in anticipation of surgery. Methods The residual platelet concentrate was cultured, with the detected microorganisms undergoing 16S genotype sequencing. Separate pathogen reduction studies were performed on the recovered bacteria, including assessment for amotosalen photoproducts. The storage container was subjected to pressure testing and microscopic examination. Environmental culture screening was performed at the hospital. Results Gram negative rods were detected in the platelet unit and cultures of both platelet component and the patient's blood grew Acinetobacter baumannii complex, Leclercia adecarboxylata and Staphylococcus saprophyticus. These strains were effectively inactivated with >7.2, 7.7, and >7.1 log(10) kill, respectively. The platelet storage container revealed a leak visible only on pressure testing. Hospital environmental cultures were negative and the contamination source is unknown. A. baumannii complex and S. saprophyticus 16S genotyping sequences were identical to those implicated in a previously reported septic reaction. Conclusion Findings are compatible with post-processing environmental contamination of a pathogen reduced platelet concentrate via a non-visible, acquired storage container leak. Efforts are warranted to actively prevent damage to, and detect defects in, platelet storage containers, and to store and transport components in clean environments.

BACKGROUND:Strategies to reduce platelet (PLT) bacterial contamination include donor screening, skin disinfection, sample diversion, bacterial culture, pathogen reduction (PR), and day-of-transfusion tests. We report bacterial sepsis following a pathogen-reduced PLT transfusion.CASE REPORT:An adult male with relapsed acute lymphoblastic leukemia was successfully treated for central catheter-associated Staphylococcus aureus bacteremia. A peripherally inserted central catheter (PICC) was placed. Chills, rigors, and flushing developed immediately after PICC-infused pathogen-reduced PLTs, progressing to septic shock requiring intensive care management.METHODS:PICC and peripheral blood (PB), transfused bag saline flushes (TBFs), environmental samples, and the pathogen-reduced untransfused co-component (CC) were cultured. Plasma metagenomic and bacterial isolate whole-genome sequencing; PLT mitochondrial DNA (mtDNA) testing of untransfused CC and TBF; CC testing for amotosalen (S-59)/S-59 photoproducts; isolate PR studies (INTERCEPT); and TBF polymerase chain reaction for recipient Y-chromosome DNA were performed.RESULTS:PB and PICC cultures grew Acinetobacter calcoaceticus/baumannii complex (ACBC). TBF was gram-positive; mass spectrometry identified ACBC and Staphylococcus saprophyticus (SS). CC Gram stain and cultures were negative. Environmental cultures, some done after decontamination, were ACBC/SS negative. Posttransfusion patient plasma and TBF ACBC sequences were genetically identical. No Y-chromosome signal was detected in TBF. S-59 photoproducts and evidence of mtDNA amplification inhibition were found in the CC. Spiking PR studies showed >5.9-log inactivation for both isolates. Donor skin cultures for Acinetobacter were negative.CONCLUSION:CC sterility, PR studies, residual S-59 photoproducts, and mtDNA amplification inhibition suggest successful PR. Unidentified environmental sources and inherent or acquired bag defects may have contributed to postmanufacturing pathogen-reduced PLT contamination.